在污水脫氮處理研究中, 以微生物為主的活性污泥法一直占主導(dǎo)地位.傳統(tǒng)的脫氮工藝是先依靠硝化細(xì)菌的硝化作用將污水中的NH4+-N氧化為NO2--N或NO3--N, 然后再利用反硝化菌將它們反硝化為N2; 近年來利用異養(yǎng)硝化-好氧反硝化菌的同步硝化反硝化功能等新型脫氮方式現(xiàn)在也備受關(guān)注.國內(nèi)外學(xué)者近來篩選出多種異養(yǎng)硝化-好氧反硝化菌.異養(yǎng)硝化是指微生物利用有機(jī)物作為碳源同時(shí)將NH4+-N轉(zhuǎn)化為NH2OH、NO2--N、NO3--N等的過程; 好氧反硝化是指微生物在有氧氣和碳源存在的條件下, 利用氧氣和NO2--N或NO3--N作為電子受體的呼吸作用, 這與反硝化作用只能在缺氧或厭氧條件下進(jìn)行這一傳統(tǒng)觀點(diǎn)不同, 也使NH4+-N在好氧條件下直接轉(zhuǎn)化為氣體即同步硝化反硝化作用成為可能.
迄今為止關(guān)于異養(yǎng)硝化-好氧反硝化菌的報(bào)道大多數(shù)都將重點(diǎn)放在菌株的最適生長條件如溫度、pH、C/N上, 或?qū)愷B(yǎng)硝化作用和好氧反硝化作用分開研究; 而將二者同時(shí)研究或與缺氧反硝化相比較的報(bào)道較少.本實(shí)驗(yàn)從缺氧污泥中篩選出1株具有異養(yǎng)硝化-好氧反硝化和厭氧反硝化功能的菌株進(jìn)行鑒定, 并深入探究了其脫氮性能, 以期為異養(yǎng)硝化-好氧反硝化脫氮技術(shù)及其在污水生物處理工程中的應(yīng)用提供理論支持.
1 材料與方法 1.1 培養(yǎng)基
基礎(chǔ)培養(yǎng)液(g·L-1)：NaCl 1.0, MgCl2·6H2O 0.5, KH2PO4 0.2, KCl 0.3, CaCl2·2H2O 0.015, TES 2.292, Na2S·9H2O 0.012, NaHCO3 2.52.微量元素溶液1 mL, Se/W溶液1 mL, Vitamin溶液5 mL.其中微量元素溶液(g·L-1)：HCl(1:4)10 mL, FeCl2·4H2O 1.5, CoCl2·6H2O 0.19, MnCl2·4H2O 0.1, ZnCl2 0.07, H3BO3 0.006, Na2MoO4·2H2O 0.036, NiCl2·6H2O 0.024, CuCl2·2H2O 0.002; Se/W溶液(g·L-1): Na2SeO3·5H2O 0.006, Na2WO4·2H2O 0.008, NaOH 0.5. Vitamin溶液(mg·L-1)：維生素H 0.02, 維生素B 0.02, 維生素B6 0.10, 維生素B2 0.05, 維生素B1 0.05, 維生素B3 0.05, 維生素B5 0.05, 對(duì)氨基苯甲酸0.05, 硫辛酸0.05, 維生素B12 0.001.碳源和氮源根據(jù)實(shí)驗(yàn)要求進(jìn)行調(diào)整, 如表 1所示.
菌株分離固體培養(yǎng)基：基礎(chǔ)培養(yǎng)液10 mL, 0.3 g·L-1 NH4Cl, 瓊脂5 g.
1.2 分析方法
NH4+-N、NO2--N、NO3--N濃度采用美國DIONEX IC S-2000離子色譜儀進(jìn)行定量分析, 離子交換柱為Dionex IonPac AS18-4 μm, 柱溫30℃, 流速1.0 mL·min-1; 葡萄糖濃度采用美國Agilent公司HPLC 1260 Inifinty高效液相色譜儀進(jìn)行定量分析, 所用色譜柱為BIO-RAD Amenix HP 76X, RID檢測器(50℃), 柱溫80℃, 流速0.8 mL·min-1; 菌體生長用DNA濃度(μg·mL-1)表示, 用美國Thermo公司Nanodrop Spectrophotometer 1000分光光度計(jì)測量.
1.3 菌株的分離和鑒定
菌株的分離：取1 mL缺氧反應(yīng)器中的污泥樣品加入至裝有45 mL基礎(chǔ)培養(yǎng)液的血清瓶內(nèi), 并加入6 mmol·L-1 NaNO3和15 mmol·L-1琥珀酸鈉制成篩選培養(yǎng)液, 使目的菌群逐漸成為優(yōu)勢菌群.當(dāng)篩選培養(yǎng)液中NO3--N降為0時(shí), 取5 mL菌液到新的篩選培養(yǎng)液中, 如此重復(fù)5個(gè)周期. 5個(gè)周期后取1 mL菌液從10-1~10-7進(jìn)行梯度稀釋, 分別注入瓊脂待凝固的分離固體培養(yǎng)基中, 緩慢搖勻至瓊脂凝固, 約一星期后生長出若干單一菌落.用經(jīng)滅菌后的注射器將單一菌落從培養(yǎng)基中吸出, 經(jīng)數(shù)次梯度稀釋后得到純菌株.
生態(tài)學(xué)鑒定：對(duì)菌體進(jìn)行革蘭氏染色, 在NIKON ECLIPSE E200顯微鏡下觀察染色結(jié)果并拍照; 以及通過Hitachi S-4300掃描電子顯微鏡拍攝照片來觀察菌株DK1的形態(tài).
分子生物學(xué)鑒定：菌株DNA提取方法參照QIAGEN公司DNeasy Blood & Tissue試劑盒, 16S rDNA的PCR擴(kuò)增采用細(xì)菌通用引物(27f: 5′-AGAGTTTGATCMTGGCTCAG-3′, 1492r：5′-GGYTA CCTTGTTACGACTT-3′). PCR反應(yīng)體系為100 μL, 即DNA模板3 μL, 10×buffer 20 μL, BSA 1.34 μL, MgCl2 12 μL, dNTP混合物2 μL, 正向引物(10 pmol·L-1) 2 μL, 反向引物(10 pmol·L-1) 2 μL, Taq DNA聚合酶0.5 μL, 無菌水57.16 μL. PCR反應(yīng)條件為: 95℃預(yù)變性130 s, 95℃變性30 s, 55℃退火30 s, 72℃延伸90 s, 進(jìn)行30個(gè)循環(huán), 72℃延伸6 min.將獲得的PCR產(chǎn)物參照QIAGEN公司PCR Purification試劑盒中的方法純化后交由1st base公司進(jìn)行測序.
1.4 脫氮特性研究 1.4.1 菌株DK1在好氧條件下的脫氮特性研究
實(shí)驗(yàn)在160 mL血清瓶中進(jìn)行, 瓶中加入45 mL基礎(chǔ)培養(yǎng)液, 4 mL經(jīng)活化后的菌液及相應(yīng)濃度氮源和C/N量比為5葡萄糖(見表 1).為保證瓶中空氣與外界氣體的交換, 用經(jīng)高壓滅菌后的錫紙將血清瓶封口, 在32℃、140 r·min-1恒溫?fù)u床中培養(yǎng)30 h, 通過每3 h測定NH4+-N、NO2--N、NO3--N及葡萄糖和DNA的濃度變化來考察菌株的脫氮能力, 每個(gè)實(shí)驗(yàn)做3個(gè)平行樣品.
1.4.2 菌株DK1的缺氧反硝化特性研究
實(shí)驗(yàn)在60 mL血清瓶中進(jìn)行, 瓶中加入36 mL基礎(chǔ)培養(yǎng)液, 3 mL經(jīng)活化后的菌液及相應(yīng)濃度氮源和葡萄糖(見表 1).在32℃、140 r·min-1恒溫?fù)u床中培養(yǎng).為避免O2對(duì)實(shí)驗(yàn)結(jié)果的影響, 基礎(chǔ)培養(yǎng)液的制備時(shí)在曝N2的條件下煮沸以去除O2并冷卻至室溫后注入充滿N2的血清瓶中, 用丁基橡膠塞和鋁蓋密封, 高壓滅菌20 min.通過測定NH4+-N、NO2--N、NO3--N及葡萄糖濃度變化來考察菌株的反硝化能力, 每個(gè)實(shí)驗(yàn)做3個(gè)平行樣品.
2 結(jié)果與討論 2.1 DK1的形態(tài)學(xué)特征及鑒定
以琥珀酸鈉為氮源的固體培養(yǎng)基, 菌株DK1呈白色球狀顆粒.經(jīng)革蘭氏染色通過顯微鏡觀察如圖 1(a)左所示, 鑒定其為革蘭氏陰性菌; 通過掃描電鏡如圖 1(b)觀察到菌體為桿狀, 大小約為2 μm×0.4 μm, 無鞭毛和芽孢.
圖 1
圖 1 菌株DK1的形態(tài)特征
對(duì)菌株DK1測序獲得長度為1390bp的部分16S rRNA基因序列, 菌株的GenBank的登錄號(hào)：KY910428, 將所得的菌株序列提交至GenBank中通過BLAST檢索, 應(yīng)用MEGA7軟件, 以Neighbor-Joining法繪制系統(tǒng)發(fā)育樹, 結(jié)果如圖 2所示, 菌株DK1與Pseudomonas sp.在同一分支, 同源性達(dá)99%.可基本確定菌株DK1屬于假單胞菌屬(Pseudomonas sp.), 將其命名為DK1.
圖 2
圖 2 基于16S rRNA序列同源性構(gòu)建菌株DK1與其他相關(guān)好氧反硝化菌的系統(tǒng)發(fā)育樹
2.2 菌株DK1的好氧反硝化特性
菌株DK1在以NaNO3為氮源反硝化過程如圖 3所示.從中可看出, NO3--N的初始濃度為87.07mg·L-1, 在0~9 h下降速率較為緩慢, 從9~12 h起下降速率逐漸加快, 在15~21 h間尤為明顯, 并在21 h時(shí)降為0, NO3--N在21 h內(nèi)平均去除速率達(dá)到4.09mg·(L·h)-1, 遠(yuǎn)快于文獻(xiàn)中菌株的反硝化速率.結(jié)合DNA變化曲線可認(rèn)為菌株DK1的對(duì)數(shù)生長期為12~18 h, 并主要在這一時(shí)期以NO3--N為唯一氮源發(fā)生反硝化過程.但從15 h開始, 隨著NO3--N逐漸降低至0, NO2--N也開始有了較為明顯的積累現(xiàn)象, 在21 h左右達(dá)到了最大值28.30 mg·L-1, 而后又逐漸下降, 在30 h降至15.68 mg·L-1.這與肖繼波等[13]的幾乎無NO2--N的積累現(xiàn)象研究結(jié)果不同.本組實(shí)驗(yàn)在30 h時(shí)NO2--N并沒有完全被去除, 但DK1在以NaNO2為氮源的培養(yǎng)基中反硝化效果較好, 如圖 4所示, NO2--N的初始濃度為92.90mg·L-1, 經(jīng)過0~9 h的生長適應(yīng)期, NO2--N在9 h后迅速下降并在21 h時(shí)降為0, NO2--N去除率為100%, 平均去除速率達(dá)到4.43 mg·(L·h)-1, 較連紅民等[14]研究的Pseudomonas sp. HN和Zhang等[15]研究的Bacillus methylotrophicus L7的菌速率快; 期間未檢測到NO3--N和NH4+-N.
圖 3
圖 3 菌株DK1在以NO3--N為唯一氮源的好氧反硝化特性
圖 4
圖 4 菌株DK1在以NO2--N為唯一氮源的好氧反硝化特性
從葡萄糖變化曲線可知, 兩組反硝化過程消耗葡萄糖的速率基本相等, 均約為20.02 mg·(L·h)-1; 第一組菌株的21 h平均生長速率1.08 μg· (mL·h)-1略高于第二組的0.83 μg· (mL·h)-1.在30 h第一組NO2--N還未降為0的原因可能是由于葡萄糖在NO3--N還原為NO2--N時(shí)已被大量消耗, 剩余濃度較低(約0.84 g·L-1)以致菌體難以快速生長并利用NO2--N進(jìn)行反硝化.為證明這一推測, 在12 d后向第一組后的血清瓶中添加6 mmol·L-1的葡萄糖, 繼續(xù)監(jiān)測NO2--N濃度變化, 約經(jīng)15 h后, NO2--N降為0(圖 3中未標(biāo)出, 具體數(shù)據(jù)見表 2中a組), 假設(shè)成立.
表 2 補(bǔ)加葡萄糖后各組氮素濃度變化表/mg·L-1
菌株DK1以NO2--N和NO3--N為氮源的好氧反硝化特性如圖 5所示.其中NO3--N的下降與圖 3相似, 在初始濃度為85.35 mg·L-1時(shí)21 h內(nèi)降解完全; 但NO2--N濃度從初始的94.95 mg·L-1在18 h前始終在上升, 在18 h時(shí)達(dá)到最大值109.21 mg·L-1后又迅速下降, 在24 h降為0.而DNA濃度在24 h前較穩(wěn)定增長, 在NO2--N和NO3--N均降為0后略有下降, 可能是缺乏氮源所致; 24 h的平均生長速率0.75 μg· (mL·h)-1, 略低于前兩組, 可能是由于NO2--N在前18 h的積累對(duì)菌株生長有一定的抑制作用; 葡萄糖在30 h內(nèi)的平均消耗速率為46.22 mg·(L·h)-1, 遠(yuǎn)大于前兩組只加一種氮源的實(shí)驗(yàn).此外, 可知在培養(yǎng)基的初始底物同時(shí)含有NO2--N和NO3--N兩種氮源的條件下, 菌株DK1會(huì)優(yōu)先利用NO3--N.以上實(shí)驗(yàn)說明菌株DK1均可利用NO2--N和NO3--N進(jìn)行代謝, 與周迎芹等[16]的實(shí)驗(yàn)結(jié)果一致.
圖 5
圖 5 菌株DK1在以NO2--N和NO3--N為氮源的好氧反硝化特性
2.3 菌株DK1的異養(yǎng)硝化特性
為了考察菌株DK1是否具有異養(yǎng)硝化性能, 將活化后的菌株接種到以NH4Cl為唯一氮源的硝化培養(yǎng)基中進(jìn)行培養(yǎng), 結(jié)果如圖 6所示. NH4+-N在0~12 h內(nèi)下降緩慢, 從96.14 mg·L-1只降至91.24 mg·L-1, 但12 h后去除速率明顯加快, 從12~21 h期間從91.23 mg·L-1降至約45.63 mg·L-1, NH4+-N去除率為49.98%, 21 h的平均去除速率為2.32 mg·(L·h)-1, 與文獻(xiàn)[9][0.67 mg·(L·h)-1]和文獻(xiàn)[17] [1.38 mg·(L·h)-1]的菌屬相比較快. NH4+-N的下降與菌株的DNA濃度曲線也基本吻合, 即前12 h為生長遲緩期, 12~18 h為生長對(duì)數(shù)期, 18 h的平均生長速率為2.17 μg· (mL·h)-1.從21 h后, NH4+-N一直維持在48.00 mg·L-1左右不再下降, 葡萄糖也在24 h后停止下降, 平均消耗速率為25.83 mg·(L·h)-1, 較單一氮源反硝化的消耗速率稍快; 推測不再下降原因仍可能是碳源濃度較低, 菌體難以繼續(xù)生長.而12 d后再向血清瓶中添加6mmol·L-1的葡萄糖, NH4+-N在20 h后降為0(具體數(shù)據(jù)見表 2中b組), 這一現(xiàn)象與好氧反硝化組的結(jié)果一致.
圖 6
圖 6 菌株DK1在以NH4+-N為唯一氮源的異養(yǎng)硝化特性
整個(gè)實(shí)驗(yàn)過程中幾乎沒有檢測到NO2--N和NO3--N.這可能是因?yàn)镹H4+-N是在氨單加氧酶(AMO)作用下氧化為羥胺(NH2OH)再經(jīng)羥胺氧化酶作用將其氧化直接轉(zhuǎn)化為N2O和N2等氣體并排出[18].這比較符合Richardson等[19]的異養(yǎng)硝化脫氮模型.造成這種現(xiàn)象的原因可能是菌體在長期對(duì)外界特殊環(huán)境(例如高鹽環(huán)境)進(jìn)行調(diào)整和適應(yīng)的過程中, 逐漸形成的優(yōu)先選擇氮素轉(zhuǎn)化過程中最便捷的代謝方式; 還可能是由于菌株其較高的反硝化活性將硝化產(chǎn)生的中間產(chǎn)物立即利用所以檢測不到NO2--N和NO3--N的存在[20].結(jié)合2.3節(jié)中菌株DK1的兩組高效反硝化速率, 均大于本組實(shí)驗(yàn)中的硝化速率, 分析后者的可能性較大. NH4+-N和碳源同時(shí)去除是異養(yǎng)硝化異于自養(yǎng)硝化最明顯的特征[21], 所以綜上, 菌株DK1可以進(jìn)行異養(yǎng)硝化及同步硝化反硝化.
2.4 同步硝化反硝化(SND)特性
為了研究在不同培養(yǎng)條件下同步硝化反硝化效果, 實(shí)驗(yàn)采取將菌株接入含有NH4+-N和NO2--N的培養(yǎng)基(S1) 中、含NH4+-N和NO3--N的培養(yǎng)基(S2) 中以及含NH4+-N、NO2--N和NO3--N的培養(yǎng)基(S3) 中觀察脫氮效果.每隔3h取樣測定NH4+-N、NO2--N、NO3--N、葡萄糖及DNA濃度, S1~S3組的結(jié)果見圖 7~9.
圖 7
圖 7 菌株DK1在以NH4+-N和NO2--N為氮源的同步硝化反硝化(SND)特性
圖 8
圖 8 菌株DK1在以NH4+-N和NO3--N為氮源的同步硝化反硝化(SND)特性
圖 9
圖 9 菌株DK1在以NH4+-N, NO2--N和NO3--N為氮源的同步硝化反硝化(SND)特性
在3組實(shí)驗(yàn)中, S1組的NH4+-N和NO2--N(初始濃度為93.52 mg·L-1和90.29 mg·L-1)及S2、S3組的NH4+-N和NO3--N(初始濃度分別為90.65 mg·L-1、85.93 mg·L-1和95.31mg·L-1、85.37 mg·L-1)在前12 h的下降速率較緩慢且相近, 但S1組在15 h后NO2--N下降速率加快, 在21h已經(jīng)降為0, 平均下降速率為4.31 mg·(L·h)-1; S2、S3組培養(yǎng)基在12 h后NO3--N下降速率加快, 在18h時(shí)即降為0, 平均下降速率為4.75 mg·(L·h)-1和4.72 mg·(L·h)-1. S2、S3組的反應(yīng)過程中均伴隨NO2--N積累(S3組NO2--N初始濃度為96.48 mg·L-1)且在15 h時(shí)達(dá)到最大值(52.21 mg·L-1和128.91 mg·L-1), 但隨即下降并在21 h時(shí)降為0.可以看出, 與好氧反硝化特性的實(shí)驗(yàn)結(jié)果一致, 若培養(yǎng)基的初始底物同時(shí)含有NO2--N和NO3--N兩種氮源, 菌株DK1會(huì)優(yōu)先利用NO3--N. Kim等的實(shí)驗(yàn)表明當(dāng)NH4+-N和NO2--N兩種氮源同時(shí)存在時(shí), 菌株會(huì)優(yōu)先選擇NO2--N進(jìn)行反硝化; 而趙丹等[23]的菌株ZD8在此條件下NH4+-N的存在對(duì)NO2--N的反硝化有抑制, 菌株會(huì)利用NH4+-N先發(fā)生硝化作用.本實(shí)驗(yàn)結(jié)果與此二者均不同, 菌株DK1可同時(shí)將二者降解; 張培玉等[24]的實(shí)驗(yàn)表明NO2--N的加入不但沒有抑制異養(yǎng)硝化作用, 反而加速了NH4+-N的降解, 而本實(shí)驗(yàn)結(jié)果于此也不同, NO2--N的加入對(duì)異養(yǎng)硝化作用幾乎無影響, NH4+-N的降解速率與不加NO2--N時(shí)幾乎相等.
而S1、S2組的NH4+-N下降速率在12 h后雖然較前有所加快, 但始終低于該組中NO2--N或NO3--N的下降速率, 且在27 h后停止下降, 前27 h的平均下降速率為3.04 mg·(L·h)-1和3.12mg·(L·h)-1, 遠(yuǎn)高于He等[25]研究的菌; 而S3組的NH4+-N在30 h時(shí)降為0, 30 h的平均下降速率為3.18mg·(L·h)-1.
S1、S2組前30 h和S3組前27 h的葡萄糖消耗速率與DNA生長速率趨勢基本相符; S3組的DNA濃度在27 h后開始下降, 可能原因是氮源已基本耗盡.同異養(yǎng)硝化和好氧反硝化兩部分實(shí)驗(yàn)的方法, 12 d后再向血清瓶中添加葡萄糖, NH4+-N在11 h后也降為0(具體數(shù)據(jù)見表 2中c組和d組).比較S1、S2兩組培養(yǎng)基的脫氮效果, NO2--N、NO3--N去除率均達(dá)100%, NH4+-N去除率也相近, 分別為90.30%和89.65%, 可知這兩組系統(tǒng)脫氮效果基本相同.在C/N量比為5的條件下, S3組系統(tǒng)的脫氮效率最高, 30 h內(nèi)3種氮源均達(dá)到了100%, 高于王驍靜等[26]的研究結(jié)果.
2.5 菌株DK1的缺氧反硝化特性
由圖 10可知, 與好氧反硝化相似, 菌株DK1在缺氧條件下初始NO3--N濃度為83.75 mg·L-1時(shí)也在21 h左右將NO3--N降為0, NO3--N的平均去除速率為3.99 mg·(L·h)-1, 但在21 h時(shí)NO2--N也為0(雖然在12~21 h間有少量積累), 脫氮率達(dá)100%, 高于好氧條件.由圖 11可知在以NO2--N和NO3--N為氮源的缺氧反硝化實(shí)驗(yàn)中(初始濃度分別為80.19 mg·L-1和84.20 mg·L-1), 菌株DK1仍優(yōu)先利用NO3--N進(jìn)行反硝化并且伴有NO2--N積累現(xiàn)象, 且NO3--N平均去除速率與好氧基本相同, 為4.01 mg·(L·h)-1. NO2--N在21 h降為0, 去除速率相比好氧組的24 h仍較高.
圖 10
圖 10 菌株DK1在以NO3--N為唯一氮源的缺氧反硝化特性
圖 11
圖 11 菌株DK1在以NO2--N和NO3--N為氮源的缺氧反硝化特性
但是此缺氧條件下的兩組DNA濃度均低于好氧條件, 所以, 從這兩組含有NO3--N的缺氧反硝化實(shí)驗(yàn)可以推測, O2的存在對(duì)于NO3--N反硝化到NO2--N的速率并無太大影響, 但對(duì)于NO2--N的反硝化速率和碳源的利用有一定的抑制作用.
2.6 菌株DK1在不同NO2--N濃度下的缺氧反硝化特性
根據(jù)DK1在NO3--N、NO2--N同時(shí)存在時(shí)會(huì)優(yōu)先利用NO3--N并存在NO2--N積累現(xiàn)象, NO2--N的反硝化速率在缺氧和好氧條件下也有所不同, 且一定量的NO2--N會(huì)對(duì)多種微生物的新陳代謝產(chǎn)生抑制作用[27], 本組實(shí)驗(yàn)以NaNO2為唯一氮源(初始濃度分別為6、9、12、15和20 mmol·L-1), 以葡萄糖為唯一碳源, 在C/N量比為5的條件下, 探究菌株DK1在較高濃度NO2-缺氧條件下的反硝化能力, 每4 h取樣測量NH4+-N、NO2--N、NO3--N及葡萄糖濃度, 結(jié)果如圖 12所示.
圖 12
圖 12 菌株DK1在以不同濃度NO2--N為唯一氮源的厭氧反硝化特性
5組NaNO2初始濃度從低至高的培養(yǎng)基NO2--N濃度依次在16、16、24、32和36 h時(shí)降為0, 相應(yīng)的NO2--N
平均去除速率分別為6.31、9.15、7.80、7.38和8.27 mg·(L·h)-1, 葡萄糖的下降趨勢與NO2--N基本一致.可見在初始NO2-=9 mmol·L-1時(shí)的反硝化速率最高, 且反硝化速率并沒有受到高NO2--N濃度(297.65 mg·L-1)的抑制.根據(jù)NO2--N和FNA的換算公式(1) 可得出(實(shí)驗(yàn)溫度為32℃, 系統(tǒng)pH為7.2~7.4), 系統(tǒng)最高濃度的FNA為0.023~0.035 mg·L-1, 已經(jīng)超過了抑制菌體生命活動(dòng)的濃度[28], 也超過了張培玉等[24]、何騰霞等[29]的菌株所能承受的FNA和NO2--N濃度.說明菌株DK1在處理高NO2--N濃度廢水方面也有很大的潛力和應(yīng)用價(jià)值.整個(gè)實(shí)驗(yàn)過程中未檢測到NH4+-N且NO3--N濃度始終保持在1 mg·L-1以下(圖 12中未給出), 而在NO2-=6 mmol·L-1的條件下與以NO2--N為唯一氮源好氧反硝化的實(shí)驗(yàn)比較, 缺氧反硝化6.31 mg·(L·h)-1的平均去除速率高于好氧反硝化的4.43 mg·(L·h)-1, 說明菌株DK1在以NaNO2為唯一氮源的系統(tǒng)中缺氧生長得更快.
式中, ρ(FNA)為游離亞硝酸質(zhì)量濃度(以HNO2--N計(jì)), mg·L-1; ρ(NO2--N)為亞硝酸鹽質(zhì)量濃度, mg·L-1; T為溫度, ℃; pH為系統(tǒng)內(nèi)的pH.
3 結(jié)論
(1) 從厭氧污泥中篩選出1株高效異養(yǎng)硝化-好氧反硝化細(xì)菌DK1, 經(jīng)形態(tài)學(xué)觀察及16S rRNA序列分析確定其屬于假單胞菌屬(Pseudomonas sp.)命名為Pseudomonas sp. DK1.具體參見污水寶商城資料或http://www.yiban123.com更多相關(guān)技術(shù)文檔。
(2) 對(duì)菌株DK1在好氧條件下進(jìn)行脫氮性能分析, 以葡萄糖為碳源且C/N量比為5時(shí), 分別以NO3--N、NO2--N為唯一氮源均有較高的脫氮效果, 平均去除率分別為81.99%和100%;以NH4+-N為唯一氮源時(shí)NH4+-N去除率為49.98%;在同步硝化反硝化(SND)實(shí)驗(yàn)中, 同時(shí)加入NH4+-N、NO2--N和NO3--N的系統(tǒng)脫氮效率最高, 30 h內(nèi)3種氮源均達(dá)到了100%;以NO2--N為唯一氮源時(shí)進(jìn)行反硝化特性分析, 初始NO2-不同濃度的5組NO2--N最終均降為0, 菌株DK1沒有受到高NO2--N濃度的抑制.
(3) 菌株DK1在以葡萄糖為碳源、C/N量比為5的反硝化實(shí)驗(yàn)中, NO3--N的反硝化速率缺氧與好氧條件相比基本相同, 但NO2--N的缺氧反硝化速率和碳源的利用效果要高于好氧條件; 無論在好氧還是缺氧條件下, 若培養(yǎng)基的初始底物同時(shí)含有NO2--N和NO3--N兩種氮源, 菌株DK1均會(huì)優(yōu)先利用NO3--N.對(duì)于同步硝化反硝化(SND), NH4+-N的去除率較異養(yǎng)硝化高, NO2--N和NO3--N的去除速率也較好氧反硝化時(shí)高, 認(rèn)為菌株DK1在菌體生長和能量利用方面在SND中有較大優(yōu)勢.
